Search

The description of the genus Leishmania as causative agents of leishmaniasis occurred during this modern age. But evolutionary studies suggest that the origin of Leishmania can be traced back to the Mesozoic era. Subsequently, during its evolutionary process, it sustained a worldwide dispersion predating the breakup of the Gondwana supercontinent. It is assumed that this parasite evolved from monoxenic Trypanosomatidae. Phylogenetic studies locate the dixenous Leishmania in a well-supported clade, recently named subfamily Leishmaniinae, which includes also monoxenous trypanosomatids. Virus-Like Particles were reported in many species of this family. So far, several Leishmania species have been reported as infected by Leishmania RNA Virus (LRV) and Leishbunyavirus (LBV). Since the first descriptions of LRV decades ago, differences in its genomic structure have been highlighted, leading to the designation of a LRV1 in L. (Viannia) species and a LRV2 in other L. (Leishmania) species. There are strong indications of virus infecting Leishmania spp. ability to enhance parasitic survival both in human and experimental infections, through highly complex and specialized mechanisms. Phylogenetic analyzes of these viruses have shown that their genomic differences correlate with the infected parasite species, suggesting a coevolutionary process. Herein, we will present unpublished results regarding the relationship Leishmania – endosymbiotic Leishmania viruses and will explore what has been described in the literature, and what is known about this association that could contribute to discussions about the worldwide dispersion of Leishmania.

Additional file 3: Table S2. Area under curve (AUC) values for Fig. 2 curves.

Additional file 2: Table S1. Sample data.

Additional file 7: Table S6. Co-culture strategies and density variations under media sharing.

Additional file 5: Table S4. P-values for pairwise comparisons among co-culture assays (resistant strain).

Additional file 6: Table S5. P-values for pairwise comparisons among co-culture assays (failure strain).

Additional file 4: Table S3. Sb(III)-induced resistance was persistent during passaging and cryopreservation.

This report describes the first autochthonous case of canine visceral leishmaniasis in Rondônia, northern Brazil. A canine resident of the municipality of Cacoal, with clinical signs and symptoms of visceral leishmaniasis, was treated by a veterinarian. Samples were analyzed by a reference laboratory. Dual-path platform (DPP) assay, indirect immunofluorescence technique (IIT), enzyme-linked immunosorbent assay (ELISA), polymerase chain reaction (PCR), isolation in a culture medium, and direct parasitological analysis were performed. DPP assay, IIT, and ELISA revealed positive results for Leishmania; PCR identified the species as Leishmania infantum. Based on the clinical presentation and test results, canine visceral leishmaniasis was diagnosed.

Made available in DSpace on 2018-12-11T16:45:06Z (GMT). No. of bitstreams: 0 Previous issue date: 2016-01-01. Added 1 bitstream(s) on 2021-07-15T15:21:17Z : No. of bitstreams: 1 S1984-29612016000400450.pdf: 2965995 bytes, checksum: 370081cde6131fabff14f61450495182 (MD5) This study describes the occurrence of dogs naturally co-infected with Hepatozoon canis and two Leishmania species: L. infantum or L. braziliensis. Four dogs serologically diagnosed with Visceral Leishmaniasis were euthanized. Liver and spleen samples were collected for histopathological analysis and DNA isolation. H. canis meronts were observed in tissues from all four dogs. H. canis infection was confirmed by PCR followed by sequencing of a fragment of 18S rRNA gene. Leishmania detection and typing was confirmed by ITS1’ PCR-RFLP and parasite burden was calculated using ssrRNA quantitative qPCR. A DPP-Dual Path platform test was performed. One out (Dog #2) of four animals was asymptomatic. Dogs #1 and #4 were infected by L. infantum and were DPP test positive. Dogs #2 and #3 were infected by L. braziliensis and were DPP test negative. Furthermore, visceral dissemination was observed in Dogs #2 and #3, since L. braziliensis was detected in liver and spleen samples. The visceral dissemination of L. braziliensis associated with systemic signs suggested that this co-infection could influence the parasite burden and disease progression. Laborat�rio de Pesquisa em Leishmaniose Instituto Oswaldo Cruz Funda��o Oswaldo Cruz-FIOCRUZ Laborat�rio de Pesquisa Cl�nica em Dermatozoonoses em Animais Dom�sticos Instituto Nacional de Infectologia Funda��o Oswaldo Cruz-FIOCRUZ Departamento de Parasitologia Instituto de Bioci�ncias Universidade Estadual Paulista “J�lio de Mesquita Filho”-UNESP Departamento de Parasitologia Instituto de Bioci�ncias Universidade Estadual Paulista “J�lio de Mesquita Filho”-UNESP

Universidade Federal de Juiz de Fora. Instituto de Ci?ncias Biol?gicas. Departamento de Parasitologia, Microbiologia e Imunologia. Juiz de Fora, MG, Brasil. Secretaria Municipal de Sa?de de Juiz de Fora. Departamento de Vigil?ncia Epidemiol?gica e Ambiental. Setor de Zoonoses. Juiz de Fora, MG, Brasil / Universidade Federal de Juiz de Fora. Programa de P?s-Gradua??o em Sa?de Brasileira. Juiz de Fora, MG, Brasil. Universidade Federal de Juiz de Fora. Instituto de Ci?ncias Biol?gicas. Departamento de Parasitologia, Microbiologia e Imunologia. Juiz de Fora, MG, Brasil. Universidade Federal de Juiz de Fora. Instituto de Ci?ncias Biol?gicas. Departamento de Parasitologia, Microbiologia e Imunologia. Juiz de Fora, MG, Brasil. Universidade Federal de Juiz de Fora. Instituto de Ci?ncias Biol?gicas. Departamento de Parasitologia, Microbiologia e Imunologia. Juiz de Fora, MG, Brasil. Universidade Federal de Juiz de Fora. Instituto de Ci?ncias Biol?gicas. Departamento de Parasitologia, Microbiologia e Imunologia. Juiz de Fora, MG, Brasil. Funda??o Oswaldo Cruz. Instituto Oswaldo Cruz. Bio-Manguinhos. Laborat?rio de Pesquisa em Leishmaniose/Laborat?rio de Desenvolvimento de Positivos para Diagn?stico. Rio de Janeiro, RJ, Brasil. Funda??o Oswaldo Cruz. Instituto Oswaldo Cruz. Bio-Manguinhos. Laborat?rio de Pesquisa em Leishmaniose/Laborat?rio de Desenvolvimento de Positivos para Diagn?stico. Rio de Janeiro, RJ, Brasil. Universidade Federal de Alfenas. Instituto de Ci?ncias M?dicas. Departamento de Patologia e Parasitologia. Laborat?rio de Parasitologia. Minas Gerais, MG, Brasil / Funda??o Oswaldo Cruz. Rio de Janeiro, RJ, Brasil. Universidade Federal de Alfenas. Instituto de Ci?ncias M?dicas. Departamento de Patologia e Parasitologia. Laborat?rio de Parasitologia. Minas Gerais, MG, Brasil / Funda??o Oswaldo Cruz. Rio de Janeiro, RJ, Brasil. Universidade Federal de Alfenas. Instituto de Ci?ncias M?dicas. Departamento de Patologia e Parasitologia. Laborat?rio de Parasitologia. Minas Gerais, MG, Brasil / Funda??o Oswaldo Cruz. Rio de Janeiro, RJ, Brasil. Embrapa Gado de Leite. Juiz de Fora, MG, Brasil. Superintend?ncia Regional de Sa?de. N?cleo de Vigil?ncia Epidemiol?gica, Ambiental e Sa?de do Trabalhador. Juiz de Fora, MG, Brasil / Secretaria de Estado da Sa?de de Minas Gerais. Juiz de Fora, MG, Brasil. Superintend?ncia Regional de Sa?de. N?cleo de Vigil?ncia Epidemiol?gica, Ambiental e Sa?de do Trabalhador. Juiz de Fora, MG, Brasil / Secretaria de Estado da Sa?de de Minas Gerais. Juiz de Fora, MG, Brasil. Superintend?ncia Regional de Sa?de. N?cleo de Vigil?ncia Epidemiol?gica, Ambiental e Sa?de do Trabalhador. Juiz de Fora, MG, Brasil / Secretaria de Estado da Sa?de de Minas Gerais. Juiz de Fora, MG, Brasil. Embrapa Gado de Leite. Juiz de Fora, MG, Brasil. Superintend?ncia Regional de Sa?de. N?cleo de Vigil?ncia Epidemiol?gica, Ambiental e Sa?de do Trabalhador. Juiz de Fora, MG, Brasil / Secretaria de Estado da Sa?de de Minas Gerais. Juiz de Fora, MG, Brasil. Superintend?ncia Regional de Sa?de. N?cleo de Vigil?ncia Epidemiol?gica, Ambiental e Sa?de do Trabalhador. Juiz de Fora, MG, Brasil / Secretaria de Estado da Sa?de de Minas Gerais. Juiz de Fora, MG, Brasil. Minist?rio da Sa?de. Secretaria de Vigil?ncia em Sa?de. Instituto Evandro Chagas. Laborat?rio de Geoprocessamento. Ananindeua, PA, Brasil. Minist?rio da Sa?de. Funda??o Oswaldo Cruz. Centro de Pesquisas Ren? Rachou. Centro de Refer?ncia Nacional e Internacional para Flebotom?neos. Laborat?rio de Leishmanioses. Belo Horizonte, MG, Brasil Universidade Federal de Juiz de Fora. Instituto de Ci?ncias Exatas. Departamento de Qu?mica. Juiz de Fora, MG, Brasil. Universidade Federal de Juiz de Fora. Instituto de Ci?ncias Exatas. Departamento de Qu?mica. Juiz de Fora, MG, Brasil Universidade Federal de Juiz de Fora. Instituto de Ci?ncias Biol?gicas. Departamento de Parasitologia, Microbiologia e Imunologia. Juiz de Fora, MG, Brasil. Universidade Federal de Juiz de Fora. Instituto de Ci?ncias Biol?gicas. Departamento de Parasitologia, Microbiologia e Imunologia. Juiz de Fora, MG, Brasil. Universidade Federal de Juiz de Fora. Instituto de Ci?ncias Biol?gicas. Departamento de Parasitologia, Microbiologia e Imunologia. Juiz de Fora, MG, Brasil.

INTRODUCTION: Visceral leishmaniasis presents urban behavior in some Brazilian cities, with domestic dogs as the main infection source. In Cuiabá, MT, canine visceral leishmaniasis was diagnosed and characterized as recommended by the Ministry of Health. METHODS: Biological samples from suspected canine carriers were analyzed by the isoenzyme electrophoresis technique. The 6PGDH enzyme and reference strain IOC/L0566 (MHOM/BR/1975/M2903) of Leishmania (Leishmania) infantum was used as one of the controls. RESULTS: Electrophoresis analysis revealed that the canine isolates belonged to the species L. (L.) infantum. CONCLUSIONS: The authors emphasize the importance of species characterization, particularly in areas of mixed infection like Cuiabá. INTRODUÇÃO: A leishmaniose visceral apresenta comportamento urbano em algumas cidades brasileiras, sendo os cães domésticos as principais fontes de infecção. Em Cuiabá-MT, a leishmaniose visceral canina foi diagnosticada e caracterizada, como recomendação do Ministério da Saúde. MÉTODOS: Amostras biológicas de cães suspeitos foram analisadas por eletroforese de isoenzimas. Foram utilizadas a enzima 6PGDH e a cepa de referência IOC/L0566 (MHOM/BR/1975/M2903) de Leishmania (Leishmania) infantum, como um dos controles. RESULTADOS: A análise eletroforética revelou que os isolados pertenciam à espécie L. (L.) infantum. CONCLUSÕES: Os autores ressaltam a importância da caracterização da espécie, principalmente em cidades com infecção mista, como Cuiabá.

No presente estudo, avaliamos a susceptibilidade de cultura primária de fibroblastos de embrião de galinha à infecção por esporozoítas de P. gallinaceum, assim como o desenvolvimento de estágios do ciclo exoeritrocítico. Fibroblastos foram obtidos a partir da musculatura do peito de embriões de galinha e esporozoítas foram obtidos de glândulas salivares de Aedes fluviatilis experimentalmente infectados. Após períodos de 1h, 3h, 24h, 48h e 72h após a infecção, culturas de células foram fixadas e analisadas através de imunofluorescência indireta empregando-se anticorpos monoclonais contra a proteína circum-esporozoíta e microscopia eletrônica de transmissão. Proteína circum-esporozoíta foi detectada em todas as formas parasitárias. O percentual médio de fibroblastos com esporozoítas aderidos ou já penetrados não aumentou proporcionalmente com a concentração de parasitos no inóculo e independeu se o soro utilizado no cultivo celular era soro bovino fetal ou soro de galinha normal. Foi observado que, quando maior é o período de incubação, maior é a possibilidade dos esporozoítas aderirem e penetrarem nos fibroblastos. Esporozoítas foram observados penetrando em fibroblastos depois de 3h de incubação, quando 0,68% das células tinham parasitos aderidos. A diferenciação e o desenvolvimento das formas exoeritrocíticas foram observados após 24h de incubação, quando somente 0.04% dos fibroblastos achavam-se infectados. A cultura primária de fibroblastos de galinha parece ser um valioso modelo experimental para a investigação in vitro do ciclo exoeritrocítico do P. gallinaceum. In this study we assessed the susceptibility of primary fibroblast culture of chicken embryo to infection of P. gallinaceum sporozoites as well as the initial development of exoerithrocytic stages. Fibroblasts were obtained from the chest muscles of chicken embryos and sporozoites were obtained from experimentally infected Aedes fluviatilis salivary glands. After 1h, 3h, 24h, 48h and 72h periods pos-infection, cell cultures were fixed and analyzed both by indirect immunofluorescent-antibody test with anti-circumsporozoite protein monoclonal antibodies and by transmission electron microscopy. Circumsporozoite protein was detected in all parasitic forms. The mean percentage of fibroblasts with adhered or penetrated sporozoites did not significantly increase proportionately to the concentration of parasites in the inoculum, and independently if fetal calf or normal chicken sera were used in the culture medium. It was noted that the longer the incubation time, higher the possibility of the sporozoites to adhere and penetrate to fibroblats. Spozoites were observed penetrating in the fibroblast after 3h incubation when 0.68% of the cells had adhered parasites. Differentiation and development of the exoerythrocytic forms was observed after 24h incubation, when an average of 0,14% of the parasites have already invaded the cells. Developing parasites were found until 72h, when only 0.04% of fibroblasts were infected. Fibroblast cell culture seems to be a valuable experimental tool for in vitro investigation of the exoerytrocytic cycle of P. gallinaceum.